GB/T 21763-2025 化学品 啮齿类动物亚慢性经口毒性试验方法

　　ICS 13.300 CCS A 80

　　中 华 人 民 共 和 国 国 家 标 准

　　GB/T 21763—2025代替 GB/T21763—2008

　　化学品 啮齿类动物亚慢性经口毒性

　　试验方法

　　Chemicals—Testmethod ofrepeateddoseoraltoxicity studyin rodents

　　2025-10-05发布 2026-02-01实施

　　国家市场监督管理总局国家标准化管理委员会

　　

　　发

　　

　　布

　　GB/T 21763—2025

　　前 言

　　本文件按照 GB/T 1. 1—2020《标准化工作导则 第 1部分 :标准化文件的结构和起草规则》的规定起草 。

　　本文件代替 GB/T21763—2008《化学品 啮齿类动物亚慢性经口毒性试验方法》,与 GB/T 21763—2008相比 ,除结构调整和编辑性改动外 ,主要技术变化如下 :

　　— 更改了“饲养条件 ”内容(见 6. 1. 2,2008年版的 4. 1. 2) ;

　　— 更改了 “临床观察 ”内容 ,增加了 “血液学和临床生化检查 ”部分 ,增加了对内分泌敏感的终点要求(见 7. 7,2008年版的 4. 6) ;

　　— 更改了 “病理学检查 ”内容 ,增加了 “性器官病理学 ”部分(见 7. 8,2008年版的 4. 8) ;

　　— 更改了 “试验数据和报告 ”内容 ,主要修订 “结果评价 ”及 “试验报告 ”部分(见第 8 章 ,2008年版的第 5 章) 。

　　请注意本文件的某些内容可能涉及专利 。本文件的发布机构不承担识别专利的责任 。

　　本文件由全国危险化学品管理标准化技术委员会(SAC/TC251)提出并归 口 。

　　本文件起草单位 : 中国疾病预防控制中心职业卫生与中毒控制所 、山西医科大学 、福建宁佳竣检测技术服务有限公司 。

　　本文件主要起草人 : 陈宵 、李斌 、张红梅 、张林媛 、张意 、肖经纬 、鱼涛 、牛勇 、陈文婷 。

　　本文件及其所代替文件的历次版本发布情况为 :

　　— 2008年首次发布为 GB/T 21763—2008;

　　— 本次为第一次修订 。

　　Ⅰ

　　GB/T 21763—2025

　　引 言

　　在评价化学品毒性特征过程中 ,通过急性毒性或者 28 d 经口亚急性毒性试验获得初步毒性信息后 ,进行亚慢性经口毒性试验 。 由于该试验染毒时间从 28 d延长到了 90 d,这一延长期可覆盖动物断乳后的成熟和成长为成年期的阶段 , 因而可获得这一延长期可能出现的健康危害的信息 。本文件提供的信息包括主要的毒性效应 、指出靶器官和蓄积的可能性 ,并可提供未观察到损害作用水平的估计值 ,该数值可应用于慢性毒性试验的剂量选择水平的依据 , 以及建立人类暴露的安全基准 。

　　本文件进一步强调了内分泌终点,并将其与现有的对神经 、免疫和生殖影响的敏感性相结合 。此外 ,特别强调仔细观察动物的毒性表现 , 以获得尽量多的信息 。本文件能够揭示受试化学品潜在的神经毒性 、免疫和生殖器官毒性效应 , 以便为进一步的深入研究提供依据 。

　　Ⅱ

　　GB/T 21763—2025

　　化学品 啮齿类动物亚慢性经口毒性

　　试验方法

　　1 范围

　　本文件规定了化学品啮齿类动物亚慢性经口毒性试验方法的试验基本原则 、试验方法 、试验过程 、试验数据和报告 。

　　本文件适用于化学品的亚慢性经口毒性试验 。

　　2 规范性引用文件

　　下列文件中的内容通过文中的规范性引用而构成本文件必不可少的条款 。其中 , 注 日期的引用文件 ,仅该日期对应的版本适用于本文件 ;不注日期的引用文件 ,其最新版本(包括所有的修改单) 适用于本文件 。

　　GB 14925 实验动物 环境及设施

　　3 术语和定义

　　下列术语和定义适用于本文件 。

　　3. 1

　　剂量 dose

　　受试物的量 。

　　注 : 常以质量或动物单位体重所给予的受试物的量 来 表 示 。如 将 受 试 物 掺 入 饲 料 进 行 喂 养 染 毒 时 ,也 能 用 受 试 物在饲料中的恒定质量分数来表示 。

　　3.2

　　用量 dosage

　　由染毒剂量 、染毒频率及持续时间组成的一般性术语 。

　　3.3

　　未观察到损害作用水平 no-observed-adverse-effectlevel;NOAEL

　　未发现与染毒有关的有害作用的最高剂量 。

　　3.4

　　明显毒性 evidenttoxicity

　　施用受试物后出现的明显毒性体征 。

　　注 : 这些体征能够足以进行危害评估 , 随着染毒剂量的增加可导致严重的毒性体征和死亡 。

　　3.5

　　雄激素活性 androgenicity

　　一种化学物质在哺乳动物体内像天然雄激素(例如睾酮)一样发挥作用的能力 。

　　3.6

　　抗雄激素活性 antiandrogenicity

　　一种化学物质在哺乳动物体内抑制天然雄激素(例如睾酮)作用的能力 。

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　　3.7

　　雌激素活性 oestrogenicity

　　一种化学物质在哺乳动物体内像天然雌激素(如雌二醇)一样发挥作用的能力 。

　　3. 8

　　抗雌激素活性 antioestrogenicity

　　一种化学物质在哺乳动物体内抑制天然雌性激素(例如雌二醇)作用的能力 。

　　3.9

　　三碘甲状腺原氨酸 Tri-iodothyronine;T3

　　甲状腺激素的活性形式 。

　　3. 10

　　甲状腺素 Thyroxine;T4

　　甲状腺分泌的主要循环产物 。

　　注 : 能在体内转化为 T3。

　　3. 11

　　促甲状腺激素 ThyroidStimulatingHormone;TSH

　　一种负责甲状腺激素的产生和释放的脑垂体激素 。

　　3. 12

　　甲状腺活性 thyroid activity

　　一种化学物质在哺乳动物机体中像天然甲状腺激素(如 T3)一样发挥作用的能力 。

　　3. 13

　　抗甲状腺活性 antithyroid activity

　　一种化学物质在哺乳动物体内抑制天然甲状腺激素(如 T3)作用的能力 。

　　4 缩略语

　　下列缩略语适用于本文件 。

　　HDL:高密度脂蛋白(High density lipoprotein)

　　LDL:低密度脂蛋白(Low density lipoprotein)

　　5 试验基本原则

　　将受试物每 日 以不同剂量经口给予几个实验动物组 ,每组一个剂量 。连续染毒 90d,染毒期间密切观察动物的毒性作用 。对 试 验 期 间 死 亡 的 动 物 以 及 试 验 结 束 时 存 活 后 被 处 死 的 动 物 , 进 行 大 体 解 剖检查 。

　　6 试验方法

　　6. 1 实验动物和饲养环境

　　6. 1. 1 动物的选择

　　首选大鼠 ,也可使用其他啮齿类动物物种(如小鼠) 。一般应使用常用的品系和健康初成年的动物 。雌性动物应未受孕或产过仔的 , 鼠龄以断奶后为宜 ,不应超过 9周龄 。在试验开始时的动物体重差异不应超过同性别平均体重的 ±20% 。若是长期试验的前期预试验 ,这两项试验应使用同一品系 , 同一来源

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　　的动物 。

　　6. 1.2 饲养条件

　　6. 1.2. 1 饲养条件应符合 GB 14925要求 。实验动物房的温度应为 23 ℃ ±3 ℃ ,相对湿度应为 30% ~ 70% , 以 50% ~ 60%为最佳 。采用人工光照 ,应 12 h 明 , 12 h 暗 。饲以实验室的常规饲料 ,饮水不限 ,喂饲时受试物与饲料充分混合 。应注意避免饮食或动物垫料中可能含有不可接受的高浓度激素活性物质 ,容易或可能干扰试验结果的解释(如植物雌激素) 。 已知实验室饮食中高水平的植物雌激素可增加啮齿类动物的子宫重量 ,饮食中植物雌激素的含量不应超过 350 μg/g的水平 。

　　6. 1.2.2 动物应以相同性别的少量动物群养 。如有科学依据 ,可单独饲养 ,但单独饲养的时间应限制在必要的最短期限内 。

　　6.2 动物准备

　　6.2. 1 健康动物应未进行过其他试验 ,在染毒前应在实验室至少适应 5 d。应注明所用动物的物种 、品系 、来源 、性别 、体重和年龄等信息 。

　　6.2.2 应将动物随机分成染毒组和对照组 。笼具的放置应减少因放置造成对试验的影响 。对每只受试动物进行唯一的标识 ,方法包括环标 、标签 、微型芯片和生物识别 。

　　6.3 受试物准备

　　6.3. 1 根据试验目的和受试物的理化特性 ,受试物可通过灌胃或将受试物加入饲料混合或饮水进行喂养染毒 。

　　6.3.2 需要时首先将受试物溶解或悬浮于适当的赋形剂中 ,应制备成水的溶液或悬浮液 ,其次可选谷物油类(如玉米油)作溶剂 ,再次是其他溶剂 。但是应了解非水赋形剂的毒性特点 。应当测定制备物中受试物的稳定性和均匀性 。

　　7 试验过程

　　7. 1 数量和性别

　　每个剂量组至少选用 20只动物(雌雄各 10只) ;如设计要定期处死动物 ,应增加动物数 。根据受试物或类似物已有的资料 ,如需要应在对照组和最高剂量组中各增加一个额外的附加组 , 每组至少包含10只动物(每种性别各 5 只) ,用以观察染毒结束后的恢复期是否有迟发毒作用和毒性作用的可逆性 ,恢复期时间的长短应根据所观察到的毒性来确定 。

　　7.2 剂量设计

　　7.2. 1 试验至少设三个染毒组和一个同步的对照组 ,但限量试验例外 。可根据重复染毒试验和进行的确定染毒剂量范围的预试验的结果 ,并结合受试物或结构相关化合物已有的毒理学和毒代动力学的研究数据进行剂量设计 。依据受试物的理化性质和生物作用设计最高染毒剂量 ,该剂量应使动物产生较明显的毒性 ,但不应引起动物死亡和承受明显的痛苦 。按照递减序列设计多个中间剂量组以观察剂量反应关系 ,最低剂量组应为未观察到损害作用水平(NOAEL) 。 递减序列的组间隔一般为 2 倍 ~ 4 倍 ,相比采用较大的剂量间隔(例如 ,6倍 ~ 10倍间隔) ,增加第 4个剂量组更可取 。

　　7.2.2 对照组除了不用受试物染毒外 ,其他的处理应与染毒组动物相同 。如使用了赋形剂应设赋形剂对照组 ,且以各染毒组中赋形剂的最大使用剂量来进行试验 。若混入饲料中的受试物使动物的进食量减少 ,应设计饲料配对对照组 ,用于区分是毒性导致进食量降低还是受试物影响饲料的适口性导致进食量降低 。应注意所加的赋形剂或其他的添加物对受试物的吸收 、分布 、代谢和体内滞留时间影响 ,对受

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　　试物的化学性质影响而引起的毒性改变 。也需考虑到对动物进食和饮水的消耗量和营养状态的影响 。

　　7.3 限量试验

　　在本试验中 , 以 1000mg/(kg · d)或大于 1000mg/(kg · d)的剂量染毒若未产生可观测到的毒性效应 ,或根据结构相关化合物的预期受试样品毒性很低 ,可不必设三个剂量水平的试验 。但人类接触水平的资料表明需要高剂量进行试验时 ,不能应用此剂量进行限量试验 。

　　7.4 染毒步骤

　　7.4. 1 每天染毒动物 ,通常每周染毒 7 d,至少连续 90d。也可采用每周染毒 5 d等模式 ,但需要说明理由 。经口灌胃染毒 ,应通过 胃 管 一 次 灌 胃 , 灌 胃 量 取 决 于 实 验 动 物 的 大 小 , 一 次 染 毒 最 大 量 不 宜 超 过1 mL/100g体重 ,但在水溶液时可达 2 mL/100g体重 。 除非受试物因浓度过高而具有刺激性或腐蚀性 ,并可能导致动物痛苦 ,否则应通过调节受试物浓度 ,使各剂量组的灌胃体积保持一致 。

　　7.4.2 若受试物是通过饲料和饮水染毒 ,应保证染毒剂量不会对正常营养和水平衡产生影响 。

　　7.4.3 当喂饲染毒时受试物在饲料中应为恒定浓度 , 浓度单位用毫克每千克(mg/kg) 表示 , 或是以动物体重 、受试物的浓度和动物进食量计算出实际剂量来表示 。若采用灌胃方式染毒 ,则每日应在相近的时间染毒 ,并应定期(每周)按体重调整灌胃量 ,维持染毒剂量不变 。其他的染毒方式要加以特殊说明 。

　　7.4.4 若 90 d 喂饲染毒试验是长期慢性毒性试验的预试验 ,则两项试验的饲料应当相同 。

　　7.5 临床观察

　　7.5. 1 观察期应至少为 90 d,对设有观察恢复期的附加组的动物应在停止染毒后继续观察一段适当的时间 , 以评估毒效应的持续性和可逆性 。

　　7.5.2 在试验期间至少每天对动物进行一次临床观察 ,可在每天相同时间进行观察 ,最好在染毒后预期中毒体征出现的高峰期 。应记录动物的临床状态 。每天至少两次(通常定为早晚各一次) ,检查动物有无发病或死亡 。

　　7.5.3 首次染毒前应对所有动物作临床观察至少一次(可作内对照比较) , 以后每周一次 ,对所有动物进行详尽的临床观察 。每次应在相同的时间 ,将动物取出笼外 ,在相同环境条件下检查 ,应按照统一规定的观察标准进行检查和评分 ,并记录 。应减小观察操作的误差 。 观察内容包括但不限于皮肤 、被毛 、眼 、黏膜 、分泌物和排泄物以及自主神经活动(例如流泪 、竖毛反应 、瞳孔大小及异常呼吸) 。还应记录步态 、体位和对声音 、触摸的反应 ,和其他如阵挛 、强直性运动 、刻板的重复动作(如过度梳理 、反复转圈)或反常行为(如自残 、后退步态)等 。

　　7.5.4 在试验前和试验结束时对实验动物使用适当的眼科器械进行眼科检查 。 宜对所有实验动物进行检查 ,或至少覆盖高剂量组和对照组 。

　　7.5.5 在染毒期结束前(不早于 11周) ,应对动物感官刺激反应性(例如 : 听觉 、视觉及本体感觉刺激) 、握力和运动能力进行评估 。

　　7.5.6 若可从其他试验得到功能观察的资料 ,或者本试验的每 日 临床观察未见功能缺损 ,则在研究临近结束时进行的专项功能观测可予省略 。特殊情况下 ,若某剂量组动物已表现出足以显著影响功能测试正常进行的毒性体征 ,则该组功能观测亦可省略 。

　　7.6 体重和食物/水消耗

　　应每周称量所有动物体重一次 。至少每周测量一次饲料消耗量 。若通过饮水染毒 ,每周也应测定饮水消耗量一次 , 即使是经饲料和灌胃染毒 , 因其可能改变饮水量也应测定水的消耗量 。

　　7.7 血液学和临床生化检查

　　7.7. 1 在试验中期及试验末期时进行血液学检查 ,试验末期应在处死之前或是在处死动物的同时从动

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　　物指定部位采集血样并储存在适当的条件下 。包括红细胞比积 、血红蛋白浓度 、红细胞计数 、网织红细胞计数 、白细胞计数及其分类 、血小板计数和凝血时间 、凝血能力的测定 。

　　7.7.2 血液临床生化测定 ,研究对组织的主要毒性作用 ,特别是对肾脏和肝脏等组织的毒性效应 。 在处死之前或是在处死动物的同时从每只动物采集血液样品进行临床生化测定(垂死和/或试验期间处死的动物除外) 。与血液学检查相同 ,试验中期采集的血液样品也应进行临床生化测定 。采血前应让动物禁食过夜 。血清或血浆中的测定应包括钠 、钾 、葡萄糖 、总胆固醇 、高密度脂蛋白 、低密度脂蛋白 、尿素和/或血尿素氮 、肌酐 、总蛋白和白蛋白以及两种以上反应肝细胞功能的酶 ,例如丙氨酸转氨酶(ALT) 、天冬氨酸转氨酶(AST) 、碱性磷酸酶 、γ-谷氨酰胺转肽酶和山梨醇脱氢酶 。其他酶(肝脏或其他来源) 、胆汁酸以及胆红素也可作为参考指标 。

　　7.7.3 此外 ,需考虑检测一般组织损伤的血清标志物 。若已知或怀疑受试物可能影响机体特定的代谢过程 ,则应测定相关的生化指标 ,例如 : 钙 、磷 、空腹甘油三酯 、特异性激素 、高铁血红蛋白和胆碱酯酶 。根据受试物的化学特性和预期的毒性效应等具体情况 ,确定所需的检测项 目 。

　　7.7.4 血清总 T4、T3和 TSH 应在试验结束时从试验组和附加组和/或恢复组的每只动物身上取得的样本进行测量 。其他激素 ,如睾酮 、雌二醇 、促卵泡激素(FSH) 、黄体生成素(LH) ,应视具体情况而定 。血清可冷冻保存 , 以便根据其他终点(如器官重量和组织学)观察到的结果选择最具信息量的激素进行分析 。若有历史资料支持 ,可在血浆中测量激素 。

　　以下因素可能影响激素测定的变异性和绝对浓度 :

　　a) 不同的处死时间可能因激素浓度的昼夜变化而影响结果 ;

　　b) 实验动物处于发情周期 ;

　　c) 处死方式可能引发实验动物应激反应 ,影响激素浓度测定 。

　　7.7.5 用于激素测定的检测试剂盒不同 ,标准曲线可能不同 。专门用于激素测定的血样应在相同时间获得 。分析激素浓度时 ,不同商业试剂盒可能得到不同的数值 , 因此可能无法提供基于统一历史数据的性能标准 。需考虑到对照组激素水平(在同一实验室 、同一啮齿类动物品系和使用同一方法测量) , 以区分偶然和与染毒有关的变化 。在可能的情况下 ,应采用最适方法进行血样采集 、处理和分析工作 。实验室应使 T3和 T4的控制变异系数保持在 25%以下 ,TSH 的控制变异系数保持在 35%以下 。所有的浓度都应以纳克每毫升(ng/mL)为单位进行记录 。T3、T4和 TSH 在选定的储存条件下的稳定性应作为激素分析方法验证的一部分 。

　　7.7.6 在试验的最后一周可采用分段收集法收集尿液 ,检查以下指标 :外观 、体积 、渗透压或相对密度 、 pH值 、蛋白质 、葡萄糖和血液/血细胞 。

　　7.7.7 若指标的历史数据不足 ,在染毒开始之前 ,应测定血液学和临床生物化学参数的正常值变异范围 。一般不推荐在染毒前获取这些数据 。

　　7. 8 病理学检查

　　7. 8. 1 大体解剖检查

　　7.8. 1. 1 对所有动物都应进行全面详细的大体解剖 ,包括体表 、体腔的各开口处 ,颅腔 、胸腔和腹腔及其内容物的检查 。所有动物的(不包括濒死动物和期间处死的动物) 肝脏 、肾脏 、肾上腺 、睾丸 、附睾 、前列腺与精囊/凝固腺(或者先将整个前列腺与精囊/凝固腺一起称重 ,然后单独解剖并称重前列腺) 、子宫 、卵巢 、胸腺 、脾脏 、脑和心脏 ,在剥离干净后为避免脱水干燥 ,应尽快称其湿重 。垂体可在新鲜解剖或固定后立即称重 。剥离前列腺复合体时应小心以避免刺破精囊 。另外 ,精囊 、前列腺以及甲状腺可在固定后再进行修整和称重 , 以避免组织损伤影响组织病理学分析 。

　　7. 8. 1.2 下述的器官和组织应保存于适宜的固定液中 , 以保证组织的形状和随后进行的病理组织学检查 ;包括所有肉眼可见损害的脏器 、脑(包括延髓/脑桥 、小脑皮质和大脑皮质) 、脊髓(颈髓 、中间胸髓 、腰

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　　髓三个部位) 、垂体 、甲状腺/甲状旁腺 、胸腺 、食道 、唾液腺 、胃 、大小肠(包括集合淋巴结) 、肝 、胰腺 、肾 、肾上腺 、脾 、心脏 、气管 、肺(充分防漏后浸泡保存) 、主动脉 、卵巢 、子宫 、宫颈 、阴道 、睾丸 、附睾 、前列腺 、精囊 、凝固腺 、乳腺(雄性和 雌 性) 、膀 胱 、胆 囊(小 鼠) 、淋 巴 结(一 个 覆 盖 染 毒 途 径 , 一 个 远 离 染 毒 途 径的) 、周围神经(坐骨神经和胫神经的远端接近肌肉的部分) 、骨骼肌和骨 、骨髓切片(或骨髓新鲜涂片) 、皮肤 、眼睛(眼科检查出现异常时) , 以及临床和其他观察提示需要检查的其他组织 。根据已知的受试物特性 ,可能是毒作用靶器官的 ,也应一并固定保存 。

　　7. 8. 1.3 可将睾丸浸泡在布安氏(Bouin’s)或改良的戴维森氏(Davidson’s) 固定液中保存 ,组织病理学评估需考虑精小管横截面的分期 。对睾丸进行组织病理学评估时 ,应注意阶段性特定变化并进行详细的检查 ,例如保留的精子细胞 、缺失的生精细胞层或类型 、多核巨细胞或生精细胞脱落到管腔内等情况 ,以确定与染毒有关的影响 。

　　7. 8.2 性器官病理学

　　7. 8.2. 1 在试验结束时 ,应对所有雄性动物的睾丸和附睾进行称重 。 每只雄性动物至少应保留一个附睾用于组织病理学检查 。剩余的附睾可选用于附睾尾部精子储备 、精子形态或精子活力的计数 。

　　7. 8.2.2 对于精子形态的可选评估 ,应从附睾(或输精管) 中取样 ,制备固定或湿片样本 ,并对每份样本中的至少 200个精子进行分类 ,判断其是否正常(头部和中段/尾部均正常)或异常 。精子形态异常的例子包括融合 、孤立的头部以及头部和/或尾部畸形 。精子头部畸形或过大可能表明精子形成过程中存在缺陷 。精子活力可在动物处死后立即评估 ,或记录下来供后续分析 。前向运动精子的百分比可通过视觉观察或计算机辅助运动分析来确定 。

　　7. 8.2.3 对精子参数的分析可限于对照组和高剂量的雄性动物 。然而 ,若观察到异常应对其他染毒组也进行评估 。

　　7. 8.2.4 在解剖过程中 ,应通过采集阴道涂片确定所有雌性动物的发情周期 。这些观察将提供有关动物处死时发情周期阶段的信息 ,并有助于对雌激素敏感组织进行组织学评估 。

　　7. 8.3 组织病理学

　　7. 8.3. 1 对照组和高剂量组所有动物的已经固定保存的器官和组织都应进行详尽的组织病理学检查 ,包括所有肉眼见到损害的部位 。若高剂量组出现异常 ,对其他中低剂量组也应进行检查 。

　　7. 8.3.2 如设置了高剂量附加组 ,染毒组中显示有影响的组织和器官都应进行组织病理学检查 。

　　8 试验数据和报告

　　8. 1 结果处理

　　应提供每只动物的数据 。所有数据应当用表格形式表示 ,列出试验开始时每个染毒组的动物数 、在试验过程中死亡的动物数和死亡时间 、人道处死的动物数 、处死的原因及处死的时间 。 出现临床异常和对这些体征的详细描述 ,包括发生的时间 、持续时间 、严重程度 。 出现损伤的动物数 , 以及损伤的类型和每种损伤的对应的百分率 。

　　8.2 结果评价

　　8.2. 1 选择适当 的 统 计 学 方 法 对 所 有 获 得 的 试 验 数 据 进 行 评 价 。 统 计 处 理 方 法 在 设 计 试 验 时 就 应确定 。

　　8.2.2 质量控制方面 ,应将质控数据与来自同一实验室 、同一物种 、同一品系以及在类似条件下收集的历史数据进行比较 。此外 ,对附录 A 中有关内分泌的连续参 数 计 算 变 异 系 数 。 在 评 估 历 史 对 照 数 据时 ,应注意大鼠品系之间的差异 。

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　　8.3 试验报告

　　试验报告应包括以下内容 。

　　a) 受试物 :

　　1) 化学标识 ,如国际纯粹与应用化学联合会(IUPAC) 或化学文摘社(CAS) 名称 、CAS注册号 、简化分子线性输入规范(SMILES)或国际化学标识符(InChI) 代码 、结构式和/或其他标识符 ;

　　2) 来源 、批号 、使用限制 日期(如适用) ;

　　3) 化学品的稳定性(若为已知信息) ;

　　4) 物理性状 、纯度和理化性质 ;

　　5) 名称和识别码 ,包括已知/已确定的 CAS号码 。

　　b) 单一成分的物质 :物理外观 、水溶性 , 以及其他相关的物理化学特性 。

　　c) 多成分物质 ,组分未知或者可变的物质 、复杂反应产物或者生物材料(UVBCs)和混合物 :应通过化学特性 、成分的定量和相关的物理化学特性来描述 。

　　d) 赋形剂(如适用) :赋形剂不选用水的理由 。

　　e) 实验动物 :

　　1) 动物种属和品系 ;

　　2) 动物的年龄 、数量和性别 ;

　　3) 动物来源 、饲养条件及饲料 ;

　　4) 染毒开始时每只动物的体重 ;

　　5) 若不是大鼠 , 阐述所选物种的理由 。

　　f) 试验条件 :

　　1) 叙述剂量水平设定的理由 ;

　　2) 受试物的剂型饲料配制及受试物在饲料中浓度 、稳定性和均匀性详细资料 ;

　　3) 染毒操作的详细描述 ;

　　4) 详细描述如何将饲料和饮水中的受试物浓度换算成实际剂量[mg/(kg · d)] ;

　　5) 饲料和饮水质量的详细资料 。

　　g) 试验结果 :

　　1) 体重和体重的变化 ;

　　2) 饲料和饮水的消耗量 ;

　　3) 按性别 、剂量水平列出动物出现的毒性效应 ,也包括毒性体征 ;

　　4) 所观察到的临床体征的性质 ,严重程度及其持续时间(是否是可逆的) ;

　　5) 眼科检查结果 ;

　　6) 感觉活动 、握力和运动活动评估(如适用) ;

　　7) 血液学测定结果与有关正常值 ;

　　8) 临床生化测定结果与有关正常值 ;

　　9) 甲状腺激素(T4、T3、TSH) ;

　　10) 其他相关激素(可选) ;

　　11) 激素值的测定方法(测定类型 、供应商 、操作规程等) ;

　　12) 体重 、器官重量和器官/体重比值 ;

　　13) 大体解剖所见 ;

　　14) 阴道细胞学检查 ;

　　15) 详细描述所有的病理组织检查所见 ;

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　　16) 总附睾精子数量 、前向运动精子百分比 、形态正常精子百分比以及每种确定的异常精子的百分比(可选) ;

　　17) 对受试物的吸收状况进行分析(如适用) ;

　　18) 试验结果的统计分析 ;

　　19) 对于在试验结束前被处死的动物 ,应报告理由 ;对于在试验期间发现死亡的动物 ,应在可能的情况下确定其死亡原因 。

　　h) 结果的讨论 。

　　i) 结论 。

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　　附 录 A

　　(资料性)

　　内分泌活性的测量

　　A. 1 对于脏器重量 ,必要的测量包括 :睾丸 、附睾 、肾上腺 、前列腺与精囊/凝固腺作为一个整体 、子宫 、卵巢 、垂体和甲状腺 。

　　A.2 对于组织病理学 ,必要的测量包括 : 甲状腺和甲状旁腺 、肾上腺 、垂体 、睾丸 、附睾 、腹侧和背侧前列腺 、精囊和凝固性腺体 、卵巢 、子宫 、阴道 、子宫 、阴道涂片以确定发情周期 、乳腺(雄性和雌性) ;可选的测量包括 :胰岛 。在试验结束时 ,应根据雌性动物的发情周期阶段来评估其雌激素敏感器官的状况 。 因为内分泌活性物质可能会引起组织学上的变化 ,这些变化虽然不一定是明显的病理改变 ,但可能与根据卵巢周期预期的正常状态存在差异 。

　　A.3 对于血清/血浆生物化学指标 ,必要的测量包括 :总胆固醇 、HDL和 LDL。

　　A.4 对于血清/血浆激素分析 ,必要的测量包括 : T4、TSH 和 T3;可选的测量包括 : FSH、LH、雌二醇和睾酮 。

　　A.5 对于精子测量 ,可选的测量包括 : 附睾尾部精子储备 、精子活力和精子形态 。

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　　参 考 文 献

　　[1] OECD Guidelines for The Testing of Chemicals No. 408 Repeated dose 90-day oral toxicity study in rodents (2018) .

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